გმადლობთ, რომ ეწვიეთ nature.com-ს. თქვენს მიერ გამოყენებულ ბრაუზერის ვერსიას CSS-ის შეზღუდული მხარდაჭერა აქვს. საუკეთესო გამოცდილებისთვის გირჩევთ გამოიყენოთ ბრაუზერის უახლესი ვერსია (ან გამორთოთ თავსებადობის რეჟიმი Internet Explorer-ში). გარდა ამისა, მხარდაჭერის უწყვეტი უზრუნველყოფის მიზნით, ეს საიტი არ შეიცავს სტილებს ან JavaScript-ს.
წყალბადის სულფიდი (H2S) ადამიანის ორგანიზმზე მრავალმხრივ ფიზიოლოგიურ და პათოლოგიურ ეფექტს ახდენს. ნატრიუმის ჰიდროსულფიდი (NaHS) ფართოდ გამოიყენება, როგორც ფარმაკოლოგიური ინსტრუმენტი ბიოლოგიურ ექსპერიმენტებში H2S-ის ეფექტების შესაფასებლად. მიუხედავად იმისა, რომ NaHS ხსნარებიდან H2S-ის დაკარგვას მხოლოდ რამდენიმე წუთი სჭირდება, ზოგიერთ ცხოველზე ჩატარებულ კვლევაში NaHS ხსნარები გამოყენებულია, როგორც სასმელ წყალში H2S-ის დონორი ნაერთები. ამ კვლევაში გამოიკვლია, შეიძლებოდა თუ არა ვირთხის/თაგვის ბოთლებში მომზადებული 30 μM NaHS კონცენტრაციის მქონე სასმელი წყალი სტაბილური დარჩენილიყო მინიმუმ 12-24 საათის განმავლობაში, როგორც ამას ზოგიერთი ავტორი ვარაუდობს. მოამზადეთ NaHS (30 μM) სასმელი წყლის ხსნარი და დაუყოვნებლივ ჩაასხით ვირთხის/თაგვის წყლის ბოთლებში. ნიმუშები აღებული იქნა წყლის ბოთლის წვერიდან და შიგნიდან 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 და 24 საათის განმავლობაში, რათა გაზომილიყო სულფიდის შემცველობა მეთილენის ლურჯი მეთოდით. გარდა ამისა, მამრ და მდედრ ვირთხებს ორი კვირის განმავლობაში უკეთებდნენ NaHS-ს (30 μM) ინექციას და პირველი კვირის და მეორე კვირის ბოლოს ყოველ მეორე დღეს იზომებოდა შრატის სულფიდის კონცენტრაცია. წყლის ბოთლის წვერიდან მიღებულ ნიმუშში NaHS ხსნარი არასტაბილური იყო; ის შესაბამისად 72%-ით და 75%-ით შემცირდა 12 და 24 საათის შემდეგ. წყლის ბოთლების შიგნიდან მიღებულ ნიმუშებში NaHS-ის შემცირება 2 საათის განმავლობაში მნიშვნელოვანი არ იყო; თუმცა, ის შესაბამისად 47%-ით და 72%-ით შემცირდა 12 და 24 საათის შემდეგ. NaHS-ის ინექციამ გავლენა არ მოახდინა მამრი და მდედრი ვირთხების შრატის სულფიდის დონეზე. დასკვნის სახით, სასმელი წყლისგან მომზადებული NaHS ხსნარები არ უნდა იქნას გამოყენებული H2S-ის დონაციისთვის, რადგან ხსნარი არასტაბილურია. მიღების ეს გზა ცხოველებს NaHS-ის არარეგულარული და მოსალოდნელზე ნაკლები რაოდენობით აწვება.
წყალბადის სულფიდი (H2S) ტოქსინად 1700 წლიდან გამოიყენება; თუმცა, მისი შესაძლო როლი, როგორც ენდოგენური ბიოსიგნალიზაციის მოლეკულისა, 1996 წელს აბემ და კიმურამ აღწერეს. ბოლო სამი ათწლეულის განმავლობაში, ადამიანის სხვადასხვა სისტემაში H2S-ის მრავალი ფუნქცია გაირკვა, რამაც განაპირობა იმის გაცნობიერება, რომ H2S დონორ მოლეკულებს შეიძლება ჰქონდეთ კლინიკური გამოყენება გარკვეული დაავადებების მკურნალობაში ან მართვაში; ბოლო მიმოხილვისთვის იხილეთ ჩირინო და სხვ.
ნატრიუმის ჰიდროსულფიდი (NaHS) ფართოდ გამოიყენება, როგორც ფარმაკოლოგიური ინსტრუმენტი H2S-ის ეფექტების შესაფასებლად მრავალ უჯრედულ კულტურასა და ცხოველებზე ჩატარებულ კვლევებში5,6,7,8. თუმცა, NaHS არ არის იდეალური H2S დონორი, რადგან ის სწრაფად გარდაიქმნება H2S/HS-ად ხსნარში, ადვილად ბინძურდება პოლისულფიდებით და ადვილად იჟანგება და აქროლადი ხდება4,9. ბევრ ბიოლოგიურ ექსპერიმენტში NaHS იხსნება წყალში, რაც იწვევს პასიურ აორთქლებას და H2S10,11,12-ის დაკარგვას, H2S11,12,13-ის სპონტანურ დაჟანგვას და ფოტოლიზს14. საწყის ხსნარში სულფიდი ძალიან სწრაფად იკარგება H2S11-ის აორთქლების გამო. ღია კონტეინერში, H2S-ის ნახევარგამოყოფის პერიოდი (t1/2) დაახლოებით 5 წუთია და მისი კონცენტრაცია წუთში დაახლოებით 13%-ით მცირდება10. მიუხედავად იმისა, რომ NaHS ხსნარებიდან წყალბადის სულფიდის დაკარგვას მხოლოდ რამდენიმე წუთი სჭირდება, ზოგიერთ ცხოველზე ჩატარებულ კვლევაში NaHS ხსნარები გამოიყენეს სასმელ წყალში წყალბადის სულფიდის წყაროდ 1-21 კვირის განმავლობაში, NaHS შემცველი ხსნარის ყოველ 12-24 საათში ერთხელ ჩანაცვლებით.15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 ეს პრაქტიკა არ შეესაბამება სამეცნიერო კვლევის პრინციპებს, რადგან წამლების დოზირება უნდა ეფუძნებოდეს მათ გამოყენებას სხვა სახეობებში, განსაკუთრებით ადამიანებში.27
ბიომედიცინაში კლინიკური კვლევის წინასაკლინიკო კვლევა მიზნად ისახავს პაციენტის მოვლის ან მკურნალობის შედეგების ხარისხის გაუმჯობესებას. თუმცა, ცხოველებზე ჩატარებული კვლევების უმეტესობის შედეგები ჯერ არ არის ადამიანებზე თარგმნილი28,29,30. ამ ტრანსლაციური წარუმატებლობის ერთ-ერთი მიზეზი ცხოველებზე ჩატარებული კვლევების მეთოდოლოგიური ხარისხისადმი ყურადღების ნაკლებობაა30. ამიტომ, ამ კვლევის მიზანი იყო იმის გამოკვლევა, შეიძლებოდა თუ არა ვირთხის/თაგვის წყლის ბოთლებში მომზადებული 30 μM NaHS ხსნარების სტაბილურობის შენარჩუნება სასმელ წყალში 12-24 საათის განმავლობაში, როგორც ეს ზოგიერთ კვლევაში იყო ნათქვამი ან შემოთავაზებული.
ამ კვლევაში ყველა ექსპერიმენტი ჩატარდა ირანში ლაბორატორიული ცხოველების მოვლისა და გამოყენების შესახებ გამოქვეყნებული სახელმძღვანელო პრინციპების შესაბამისად31. ამ კვლევის ყველა ექსპერიმენტული ანგარიში ასევე შეესაბამებოდა ARRIVE სახელმძღვანელო პრინციპებს32. შაჰიდ ბეჰეშტის სამედიცინო მეცნიერებათა უნივერსიტეტის ენდოკრინული მეცნიერებების ინსტიტუტის ეთიკის კომიტეტმა დაამტკიცა ამ კვლევაში ყველა ექსპერიმენტული პროცედურა.
თუთიის აცეტატის დიჰიდრატი (CAS: 5970-45-6) და უწყლო რკინის ქლორიდი (CAS: 7705-08-0) შეძენილი იქნა Biochem, Chemopahrama-სგან (კოსნე-სიურ-ლუარი, საფრანგეთი). ნატრიუმის ჰიდროსულფიდის ჰიდრატი (CAS: 207683-19-0) და N,N-დიმეთილ-p-ფენილენდიამინი (DMPD) (CAS: 535-47-0) შეძენილი იქნა Sigma-Aldrich-ისგან (სენტ-ლუისი, მისური, აშშ). იზოფლურანი შეძენილი იქნა Piramal-ისგან (ბეთლემი, პენსილვანია, აშშ). მარილმჟავა (HCl) შეძენილი იქნა Merck-ისგან (დარმშტადტი, გერმანია).
მოამზადეთ NaHS-ის (30 μM) ხსნარი სასმელ წყალში და დაუყოვნებლივ ჩაასხით ვირთხის/თაგვის წყლის ბოთლებში. ეს კონცენტრაცია შეირჩა მრავალი პუბლიკაციის საფუძველზე, სადაც NaHS გამოიყენება H2S-ის წყაროდ; იხილეთ განხილვის განყოფილება. NaHS არის ჰიდრატირებული მოლეკულა, რომელიც შეიძლება შეიცავდეს ჰიდრატაციის წყლის სხვადასხვა რაოდენობას (ანუ NaHS•xH2O); მწარმოებლის თქმით, ჩვენს კვლევაში გამოყენებული NaHS-ის პროცენტული მაჩვენებელი იყო 70.7% (ანუ NaHS•1.3 H2O) და ჩვენ ეს მნიშვნელობა გავითვალისწინეთ ჩვენს გამოთვლებში, სადაც გამოვიყენეთ 56.06 გ/მოლ მოლეკულური წონა, რაც უწყლო NaHS-ის მოლეკულურ წონას წარმოადგენს. ჰიდრატაციის წყალი (ასევე ცნობილია, როგორც კრისტალიზაციის წყალი) არის წყლის მოლეკულები, რომლებიც ქმნიან კრისტალურ სტრუქტურას33. ჰიდრატებს აქვთ განსხვავებული ფიზიკური და თერმოდინამიკური თვისებები ანჰიდრატებთან შედარებით34.
სასმელ წყალში NaHS-ის დამატებამდე, გაზომეთ გამხსნელის pH და ტემპერატურა. დაუყოვნებლივ ჩაასხით NaHS ხსნარი ვირთხის/თაგვის წყლის ბოთლში ცხოველების გალიაში. ნიმუშები აღებული იქნა წყლის ბოთლის წვერიდან და შიგნიდან 0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 12 და 24 საათის შემდეგ სულფიდის შემცველობის გასაზომად. სულფიდების გაზომვები განხორციელდა თითოეული ნიმუშის აღებისთანავე. ნიმუშები ავიღეთ მილის წვერიდან, რადგან ზოგიერთმა კვლევამ აჩვენა, რომ წყლის მილის მცირე ფორების ზომა ამცირებს H2S აორთქლებას15,19. როგორც ჩანს, ეს პრობლემა ბოთლში არსებულ ხსნარზეც ვრცელდება. თუმცა, ეს ასე არ იყო წყლის ბოთლის ყელში არსებული ხსნარისთვის, რომელსაც უფრო მაღალი აორთქლების სიჩქარე ჰქონდა და თვითჟანგვა ხდებოდა; სინამდვილეში, ცხოველებმა ჯერ ეს წყალი დალიეს.
კვლევაში გამოყენებული იქნა მამრი და მდედრი Wistar ვირთხები. ვირთხები მოთავსებული იყვნენ პოლიპროპილენის გალიებში (2-3 ვირთხა თითო გალიაში) სტანდარტული პირობებით (ტემპერატურა 21–26 °C, ტენიანობა 32–40%) 12 საათიანი სინათლით (დილის 7 საათიდან საღამოს 7 საათამდე) და 12 საათიანი სიბნელით (საღამოს 7 საათიდან დილის 7 საათამდე). ვირთხებს ჰქონდათ ონკანის წყალზე თავისუფალი წვდომა და იკვებებოდნენ სტანდარტული საკვებით (Khorak Dam Pars Company, თეირანი, ირანი). ასაკობრივად შესაბამისი (6 თვე) მდედრი (n=10, სხეულის წონა: 190–230 გ) და მამრი (n=10, სხეულის წონა: 320–370 გ) Wistar ვირთხები შემთხვევითობის პრინციპით დაიყვნენ საკონტროლო და NaHS (30 μM) დამუშავებულ ჯგუფებად (n=5 ჯგუფში). ნიმუშის ზომის დასადგენად გამოვიყენეთ KISS (Keep It Simple, Stupid) მიდგომა, რომელიც აერთიანებს წინა გამოცდილებას და სიმძლავრის ანალიზს35. თავდაპირველად, ჩვენ ჩავატარეთ პილოტური კვლევა 3 ვირთხაზე და განვსაზღვრეთ შრატის სულფიდის საშუალო დონე და სტანდარტული გადახრა (8.1 ± 0.81 μM). შემდეგ, 80%-იანი სიმძლავრის გათვალისწინებით და ორმხრივი 5%-იანი მნიშვნელობის დონის დაშვებით, განვსაზღვრეთ წინასწარი ნიმუშის ზომა (n = 5 წინა ლიტერატურის მიხედვით), რომელიც შეესაბამებოდა 2.02 სტანდარტიზებული ეფექტის ზომას, ფესტინგის მიერ შემოთავაზებული წინასწარ განსაზღვრული მნიშვნელობით ექსპერიმენტული ცხოველების ნიმუშის ზომის გამოსათვლელად35. ამ მნიშვნელობის სტანდარტული გადახრით (2.02 × 0.81) გამრავლების შემდეგ, პროგნოზირებული აღმოჩენილი ეფექტის ზომა (1.6 μM) იყო 20%, რაც მისაღებია. ეს ნიშნავს, რომ n = 5/ჯგუფი საკმარისია ჯგუფებს შორის საშუალო ცვლილების 20%-იანი აღმოსაჩენად. ვირთხები შემთხვევით დაიყვნენ საკონტროლო და NaSH-ით დამუშავებულ ჯგუფებად Excel-ის პროგრამული უზრუნველყოფის 36 შემთხვევითი ფუნქციის გამოყენებით (დამატებითი სურ. 1). დაბრმავება ჩატარდა შედეგის დონეზე და ბიოქიმიური გაზომვების შემსრულებელმა მკვლევარებმა არ იცოდნენ ჯგუფების დანიშვნის შესახებ.
ორივე სქესის NaHS ჯგუფები 2 კვირის განმავლობაში დამუშავდა სასმელ წყალში მომზადებული 30 μM NaHS ხსნარით; ახალი ხსნარი მიეწოდებოდა ყოველ 24 საათში ერთხელ, რომლის დროსაც იზომებოდა სხეულის წონა. სისხლის ნიმუშები აღებული იქნა ყველა ვირთხის კუდის წვერიდან იზოფლურანის ანესთეზიის ქვეშ, პირველი და მეორე კვირის ბოლოს, ყოველ მეორე დღეს. სისხლის ნიმუშები ცენტრიფუგირებული იქნა 3000 გ-ზე 10 წუთის განმავლობაში, შრატი გამოიყო და შეინახა -80°C ტემპერატურაზე შრატის შარდოვანას, კრეატინინის (Cr) და საერთო სულფიდის შემდგომი გაზომვისთვის. შრატის შარდოვანა განისაზღვრა ფერმენტული ურეაზას მეთოდით, ხოლო შრატის კრეატინინი განისაზღვრა ფოტომეტრიული ჯაფის მეთოდით, კომერციულად ხელმისაწვდომი ნაკრებების (Man Company, თეირანი, ირანი) და ავტომატური ანალიზატორის (Selectra E, სერიული ნომერი 0-2124, ნიდერლანდები) გამოყენებით. შარდოვანას და Cr-ის ვარიაციის შიდა და ინტერანალიზური კოეფიციენტები 2.5%-ზე ნაკლები იყო.
მეთილენის ლურჯის (MB) მეთოდი გამოიყენება სასმელ წყალში და NaHS შემცველ შრატში სულფიდის საერთო რაოდენობის გასაზომად; MB არის ყველაზე ხშირად გამოყენებული მეთოდი სულფიდის გასაზომად ნაყარ ხსნარებსა და ბიოლოგიურ ნიმუშებში11,37. MB მეთოდის გამოყენება შესაძლებელია სულფიდის საერთო რაოდენობის შესაფასებლად38 და არაორგანული სულფიდების გასაზომად H2S, HS- და S2 სახით წყლიან ფაზაში39. ამ მეთოდში გოგირდი ილექება როგორც თუთიის სულფიდი (ZnS) თუთიის აცეტატის თანაობისას11,38. თუთიის აცეტატის დალექვა ყველაზე ფართოდ გამოყენებული მეთოდია სულფიდების სხვა ქრომოფორებისგან გამოსაყოფად11. ZnS ხელახლა იხსნება HCl11 გამოყენებით ძლიერ მჟავე პირობებში. სულფიდი რეაგირებს DMPD-თან 1:2 სტექიომეტრიული თანაფარდობით რეაქციაში, რომელიც კატალიზირებულია რკინის ქლორიდით (Fe3+ მოქმედებს როგორც დამჟანგავი აგენტი) საღებავის MB წარმოქმნით, რომელიც აღმოჩენილია სპექტროფოტომეტრიულად 670 ნმ-ზე40,41. MB მეთოდის აღმოჩენის ზღვარი დაახლოებით 1 μM11 არის.
ამ კვლევაში, თითოეული ნიმუშის (ხსნარის ან შრატის) 100 μL დაემატა მილში; შემდეგ დაემატა 200 μL თუთიის აცეტატი (1% w/v გამოხდილ წყალში), 100 μL DMPD (20 mM 7.2 M HCl-ში) და 133 μL FeCl3 (30 mM 1.2 M HCl-ში). ნარევი ინკუბირებული იყო 37°C ტემპერატურაზე სიბნელეში 30 წუთის განმავლობაში. ხსნარი ცენტრიფუგირებული იყო 10,000 გ-ზე 10 წუთის განმავლობაში და ზედაპირული შთანთქმის მაჩვენებელი იკითხებოდა 670 ნმ-ზე მიკროფირფიტების წამკითხველის გამოყენებით (BioTek, MQX2000R2, Winooski, VT, აშშ). სულფიდების კონცენტრაციები განისაზღვრა NaHS-ის (0–100 μM) კალიბრაციის მრუდის გამოყენებით ddH2O-ში (დამატებითი სურ. 2). გაზომვებისთვის გამოყენებული ყველა ხსნარი ახლად მომზადებული იყო. სულფიდის გაზომვების შიდა და ინტერანალიზური ვარიაციის კოეფიციენტები შესაბამისად 2.8% და 3.4% იყო. ჩვენ ასევე განვსაზღვრეთ ნატრიუმის თიოსულფატის შემცველი სასმელი წყლისა და შრატის ნიმუშებიდან ამოღებული სულფიდის საერთო რაოდენობა გამდიდრებული ნიმუშის მეთოდის გამოყენებით42. ნატრიუმის თიოსულფატის შემცველი სასმელი წყლისა და შრატის ნიმუშების აღდგენა შესაბამისად 91 ± 1.1% (n = 6) და 93 ± 2.4% (n = 6) იყო.
სტატისტიკური ანალიზი ჩატარდა GraphPad Prism პროგრამული უზრუნველყოფის 8.0.2 ვერსიის გამოყენებით Windows-ისთვის (GraphPad Software, სან დიეგო, კალიფორნია, აშშ, www.graphpad.com). დაწყვილებული t-ტესტი გამოყენებული იქნა სასმელი წყლის ტემპერატურისა და pH-ის შესადარებლად NaHS-ის დამატებამდე და მის შემდეგ. NaHS-ის შემცველ ხსნარში H2S-ის დანაკარგი გამოითვალა საბაზისო შთანთქმასთან შედარებით პროცენტული შემცირებით და იმის შესაფასებლად, იყო თუ არა დანაკარგი სტატისტიკურად მნიშვნელოვანი, ჩვენ ჩავატარეთ ცალმხრივი განმეორებითი გაზომვების ANOVA, რასაც მოჰყვა დანეტის მრავალჯერადი შედარების ტესტი. სხეულის წონა, შრატის შარდოვანა, შრატის კრეატინინი და შრატის სულფიდის საერთო რაოდენობა დროთა განმავლობაში შედარებული იქნა საკონტროლო და NaHS-ით დამუშავებულ სხვადასხვა სქესის ვირთხებს შორის ორმხრივი შერეული (შორის-შიგნით) ANOVA-ს გამოყენებით, რასაც მოჰყვა ბონფერონის პოსტ ჰოკ ტესტი. ორმხრივი P მნიშვნელობები < 0.05 სტატისტიკურად მნიშვნელოვნად ჩაითვალა.
სასმელი წყლის pH იყო 7.60 ± 0.01 NaHS-ის დამატებამდე და 7.71 ± 0.03 NaHS-ის დამატების შემდეგ (n = 13, p = 0.0029). სასმელი წყლის ტემპერატურა იყო 26.5 ± 0.2 და შემცირდა 26.2 ± 0.2-მდე NaHS-ის დამატების შემდეგ (n = 13, p = 0.0128). მოამზადეთ 30 μM NaHS ხსნარი სასმელ წყალში და შეინახეთ წყლის ბოთლში. NaHS ხსნარი არასტაბილურია და მისი კონცენტრაცია დროთა განმავლობაში მცირდება. წყლის ბოთლის ყელიდან ნიმუშის აღებისას, პირველი საათის განმავლობაში დაფიქსირდა მნიშვნელოვანი კლება (68.0%), ხოლო ხსნარში NaHS-ის შემცველობა შემცირდა შესაბამისად 72%-ით და 75%-ით 12 და 24 საათის შემდეგ. წყლის ბოთლებიდან მიღებულ ნიმუშებში NaHS-ის შემცირება მნიშვნელოვანი არ იყო 2 საათამდე, მაგრამ 12 და 24 საათის შემდეგ ის შემცირდა შესაბამისად 47%-ით და 72%-ით. ეს მონაცემები მიუთითებს, რომ სასმელ წყალში მომზადებულ 30 μM ხსნარში NaHS-ის პროცენტული მაჩვენებელი 24 საათის შემდეგ, სინჯის აღების ადგილმდებარეობის მიუხედავად, საწყისი მნიშვნელობის დაახლოებით ერთ მეოთხედამდე შემცირდა (სურათი 1).
NaHS ხსნარის (30 μM) სტაბილურობა სასმელ წყალში ვირთხის/თაგვის ბოთლებში. ხსნარის მომზადების შემდეგ, ნიმუშები აღებული იქნა წყლის ბოთლის თავიდან და შიგნიდან. მონაცემები წარმოდგენილია საშუალო ± სტანდარტული გადახრით (n = 6/ჯგუფი). * და #, P < 0.05 0 დროსთან შედარებით. წყლის ბოთლის ფოტოზე ნაჩვენებია თავი (გახსნით) და ბოთლის კორპუსი. წვერის მოცულობა დაახლოებით 740 μL-ია.
ახლად მომზადებულ 30 μM ხსნარში NaHS-ის კონცენტრაცია იყო 30.3 ± 0.4 μM (დიაპაზონი: 28.7–31.9 μM, n = 12). თუმცა, 24 საათის შემდეგ, NaHS-ის კონცენტრაცია შემცირდა უფრო დაბალ მნიშვნელობამდე (საშუალო: 3.0 ± 0.6 μM). როგორც ნაჩვენებია ნახაზ 2-ში, NaHS-ის კონცენტრაციები, რომლებსაც ვირთხები ექვემდებარებოდნენ, კვლევის პერიოდში არ იყო მუდმივი.
მდედრი ვირთხების სხეულის წონა დროთა განმავლობაში მნიშვნელოვნად გაიზარდა (205.2 ± 5.2 გ-დან 213.8 ± 7.0 გ-მდე საკონტროლო ჯგუფში და 204.0 ± 8.6 გ-დან 211.8 ± 7.5 გ-მდე NaHS-ით დამუშავებულ ჯგუფში); თუმცა, NaHS-ით მკურნალობას გავლენა არ მოუხდენია სხეულის წონაზე (სურ. 3). მამრი ვირთხების სხეულის წონა დროთა განმავლობაში მნიშვნელოვნად გაიზარდა (338.6 ± 8.3 გ-დან 352.4 ± 6.0 გ-მდე საკონტროლო ჯგუფში და 352.4 ± 5.9 გ-დან 363.2 ± 4.3 გ-მდე NaHS-ით დამუშავებულ ჯგუფში); თუმცა, NaHS-ით მკურნალობას გავლენა არ მოუხდენია სხეულის წონაზე (სურ. 3).
სხეულის წონის ცვლილებები მდედრ და მამრ ვირთხებში NaHS-ის (30 μM) მიღების შემდეგ. მონაცემები წარმოდგენილია საშუალო ± სტანდარტული მნიშვნელობის (SEM) სახით და შედარებულია ბონფერონის პოსტ ჰოკ ტესტით ვარიაციის ორმხრივი შერეული (შუალედური) ანალიზის გამოყენებით. თითოეულ ჯგუფში თითოეული სქესის წარმომადგენელი n = 5.
კვლევის განმავლობაში, შრატის შარდოვანას და კრეატინ ფოსფატის კონცენტრაციები შედარებადი იყო საკონტროლო და NaSH-ით დამუშავებულ ვირთხებში. გარდა ამისა, NaSH-ით მკურნალობამ გავლენა არ მოახდინა შრატის შარდოვანას და კრეატინ ქრომის კონცენტრაციებზე (ცხრილი 1).
შრატში სულფიდის საერთო კონცენტრაციების საწყისი მაჩვენებლები შედარებადი იყო საკონტროლო და NaHS-ით დამუშავებულ მამრ (8.1 ± 0.5 μM vs. 9.3 ± 0.2 μM) და მდედრ (9.1 ± 1.0 μM vs. 6.1 ± 1.1 μM) ვირთხებს შორის. NaHS-ის 14 დღის განმავლობაში მიღებას გავლენა არ მოუხდენია შრატში სულფიდის საერთო დონეზე არც მამრ და არც მდედრ ვირთხებში (სურ. 4).
შრატში სულფიდის საერთო კონცენტრაციის ცვლილებები მამრ და მდედრ ვირთხებში NaHS-ის (30 μM) მიღების შემდეგ. მონაცემები წარმოდგენილია საშუალო ± სტანდარტული მნიშვნელობის (SEM) სახით და შედარებულია ბონფერონის პოსტ ჰოკ ტესტით ვარიაციის ორმხრივი შერეული (შიდა-შიდა) ანალიზის გამოყენებით. თითოეული სქესი, n = 5/ჯგუფი.
ამ კვლევის მთავარი დასკვნა ის არის, რომ NaHS შემცველი სასმელი წყალი არასტაბილურია: ვირთხების/თაგვების წყლის ბოთლების წვერიდან და შიგნიდან ნიმუშის აღებიდან 24 საათის შემდეგ შესაძლებელია სულფიდის საწყისი მთლიანი შემცველობის მხოლოდ დაახლოებით მეოთხედის აღმოჩენა. გარდა ამისა, ვირთხები NaHS ხსნარში H2S-ის დაკარგვის გამო არასტაბილური NaHS კონცენტრაციების ზემოქმედების ქვეშ იმყოფებოდნენ და NaHS-ის სასმელ წყალში დამატებამ გავლენა არ მოახდინა სხეულის წონაზე, შრატის შარდოვანასა და კრეატინ ქრომზე, ან შრატის საერთო სულფიდზე.
ამ კვლევაში, სასმელ წყალში მომზადებული 30 μM NaHS ხსნარებიდან H2S დანაკარგის სიჩქარე დაახლოებით 3% იყო საათში. ბუფერულ ხსნარში (100 μM ნატრიუმის სულფიდი 10 mM PBS-ში, pH 7.4), სულფიდის კონცენტრაცია დროთა განმავლობაში 7%-ით შემცირდა 8 საათის განმავლობაში11. ჩვენ ადრე დავასაბუთეთ NaHS-ის ინტრაპერიტონეალური შეყვანა იმით, რომ აღვნიშნეთ, რომ სასმელ წყალში 54 μM NaHS ხსნარიდან სულფიდის დანაკარგის სიჩქარე დაახლოებით 2.3% იყო საათში (4%/საათში პირველი 12 საათის განმავლობაში და 1.4%/საათში მომზადებიდან ბოლო 12 საათის განმავლობაში)8. ადრე ჩატარებულმა კვლევებმა43 აჩვენა H2S-ის მუდმივი დანაკარგი NaHS ხსნარებიდან, ძირითადად აორთქლებისა და დაჟანგვის გამო. ბუშტების დამატების გარეშეც კი, საწყის ხსნარში სულფიდი სწრაფად იკარგება H2S აორთქლების გამო11. კვლევებმა აჩვენა, რომ განზავების პროცესში, რომელიც დაახლოებით 30-60 წამს გრძელდება, H2S-ის დაახლოებით 5-10% იკარგება აორთქლების გამო6. ხსნარიდან H2S-ის აორთქლების თავიდან ასაცილებლად, მკვლევარებმა მიიღეს რამდენიმე ზომა, მათ შორის ხსნარის ნაზი მორევა12, საწყისი ხსნარის პლასტიკური აპკით დაფარვა6 და ხსნარის ჰაერზე ზემოქმედების მინიმიზაცია, რადგან H2S-ის აორთქლების სიჩქარე დამოკიდებულია ჰაერ-სითხის ინტერფეისზე.13 H2S-ის სპონტანური დაჟანგვა ძირითადად გარდამავალი ლითონების იონების, განსაკუთრებით რკინის იონების, გამო ხდება, რომლებიც წყალში მინარევებია.13 H2S-ის დაჟანგვა იწვევს პოლისულფიდების (გოგირდის ატომები, რომლებიც დაკავშირებულია კოვალენტურ ბმებთან) წარმოქმნას11. მისი დაჟანგვის თავიდან ასაცილებლად, H2S-ის შემცველი ხსნარები მზადდება დეჟანგბადგამხსნელ გამხსნელებში44,45 და შემდეგ იწმინდება არგონით ან აზოტით 20-30 წუთის განმავლობაში დეჟანგბადის უზრუნველყოფის მიზნით.11,12,37,44,45,46 დიეთილენტრიამინპენტაძმარმჟავა (DTPA) არის ლითონის ხელატორი (10-4 M), რომელიც ხელს უშლის HS- ავტოდაჟანგვას აერობულ ხსნარებში. DTPA-ს არარსებობის შემთხვევაში, HS--ის ავტოჟანგვის სიჩქარე დაახლოებით 50%-ია დაახლოებით 3 საათის განმავლობაში 25°C37,47 ტემპერატურაზე. გარდა ამისა, რადგან 1e-სულფიდის დაჟანგვა კატალიზდება ულტრაიისფერი სინათლით, ხსნარი უნდა შეინახოს ყინულზე და დაცული იყოს სინათლისგან11.
როგორც ნაჩვენებია ნახაზ 5-ზე, NaHS დისოცირდება Na+ და HS-6-ად წყალში გახსნისას; ეს დისოციაცია განისაზღვრება რეაქციის pK1-ით, რომელიც ტემპერატურაზეა დამოკიდებული: pK1 = 3.122 + 1132/T, სადაც T მერყეობს 5-დან 30°C-მდე და იზომება კელვინის (K) გრადუსებში, K = °C + 273.1548. HS--ს აქვს მაღალი pK2 (pK2 = 19), ამიტომ pH < 96.49-ზე, S2- არ წარმოიქმნება ან წარმოიქმნება ძალიან მცირე რაოდენობით. ამის საპირისპიროდ, HS- მოქმედებს როგორც ფუძე და იღებს H+-ს H2O მოლეკულიდან, ხოლო H2O მოქმედებს როგორც მჟავა და გარდაიქმნება H2S-ად და OH--ად.
გახსნილი H2S აირის წარმოქმნა NaHS ხსნარში (30 µM). წყ., წყალხსნარი; გ, აირი; ლ, სითხე. ყველა გამოთვლა ეფუძნება წყლის pH = 7.0 და წყლის ტემპერატურა = 20 °C. შექმნილია BioRender.com-ით.
მიუხედავად იმისა, რომ NaHS ხსნარები არასტაბილურია, ცხოველებზე ჩატარებულ რამდენიმე კვლევაში სასმელ წყალში NaHS ხსნარები გამოყენებულია, როგორც H2S დონორი ნაერთი15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26 ჩარევის ხანგრძლივობით 1-დან 21 კვირამდე (ცხრილი 2). ამ კვლევების დროს, NaHS ხსნარი განახლდებოდა ყოველ 12 საათში, 15, 17, 18, 24, 25 საათში ან 24 საათში, 19, 20, 21, 22, 23 საათში. ჩვენი შედეგები აჩვენებს, რომ ვირთხები ექვემდებარებოდნენ პრეპარატის არასტაბილურ კონცენტრაციებს NaHS ხსნარიდან H2S-ის დაკარგვის გამო და ვირთხების სასმელ წყალში NaHS-ის შემცველობა მნიშვნელოვნად მერყეობდა 12 ან 24 საათის განმავლობაში (იხ. სურათი 2). ამ კვლევებიდან ორში აღნიშნულია, რომ წყალში H2S-ის დონე სტაბილური დარჩა 24 საათის განმავლობაში22 ან რომ 12 საათის განმავლობაში15 საათის განმავლობაში დაფიქსირდა H2S-ის მხოლოდ 2–3%-იანი დანაკარგი, თუმცა მათ არ მოგვაწოდეს დამადასტურებელი მონაცემები ან გაზომვის დეტალები. ორმა კვლევამ აჩვენა, რომ წყლის ბოთლების მცირე დიამეტრი ამცირებს H2S-ის აორთქლებას15,19. თუმცა, ჩვენი შედეგები აჩვენებს, რომ ამან შეიძლება წყლის ბოთლიდან H2S-ის დანაკარგი მხოლოდ 2 საათით შეაფერხოს 12–24 საათის ნაცვლად. ორივე კვლევაში აღნიშნულია, რომ ჩვენ ვვარაუდობთ, რომ სასმელ წყალში NaHS-ის დონე არ შეცვლილა, რადგან წყალში ფერის ცვლილება არ დაგვიფიქსირებია; შესაბამისად, ჰაერით H2S-ის დაჟანგვა მნიშვნელოვანი არ იყო19,20. გასაკვირია, რომ ეს სუბიექტური მეთოდი აფასებს NaHS-ის სტაბილურობას წყალში, მისი კონცენტრაციის ცვლილების გაზომვის ნაცვლად, დროთა განმავლობაში.
NaHS ხსნარში H2S-ის დაკარგვა დაკავშირებულია pH-თან და ტემპერატურასთან. როგორც ჩვენს კვლევაში აღინიშნა, NaHS-ის წყალში გახსნა იწვევს ტუტე ხსნარის წარმოქმნას50. როდესაც NaHS იხსნება წყალში, გახსნილი H2S აირის წარმოქმნა დამოკიდებულია pH-ის მნიშვნელობაზე6. რაც უფრო დაბალია ხსნარის pH, მით უფრო მეტია NaHS-ის წილი H2S აირის მოლეკულების სახით და მით უფრო მეტი სულფიდი იკარგება წყალხსნარიდან11. ამ კვლევებიდან არცერთში არ არის აღწერილი NaHS-ისთვის გამხსნელად გამოყენებული სასმელი წყლის pH. ჯანმო-ს რეკომენდაციების თანახმად, რომლებიც მიღებულია ქვეყნების უმეტესობის მიერ, სასმელი წყლის pH უნდა იყოს 6.5–8.551 დიაპაზონში. ამ pH დიაპაზონში, H2S-ის სპონტანური დაჟანგვის სიჩქარე დაახლოებით ათჯერ იზრდება13. NaHS-ის წყალში გახსნა გამოიწვევს გახსნილი H2S აირის კონცენტრაციას 1-დან 22.5 μM-მდე, რაც ხაზს უსვამს წყლის pH-ის მონიტორინგის მნიშვნელობას NaHS-ის გახსნამდე. გარდა ამისა, ზემოთ მოცემულ კვლევაში მოხსენებული ტემპერატურის დიაპაზონი (18–26 °C) გამოიწვევდა ხსნარში გახსნილი H2S აირის კონცენტრაციის დაახლოებით 10%-ით ცვლილებას, რადგან ტემპერატურის ცვლილებები ცვლის pK1-ს და pK1-ის მცირე ცვლილებებს შეიძლება მნიშვნელოვანი გავლენა ჰქონდეს გახსნილი H2S აირის კონცენტრაციაზე48. გარდა ამისა, ზოგიერთი კვლევის ხანგრძლივი ხანგრძლივობა (5 თვე)22, რომლის დროსაც მოსალოდნელია ტემპერატურის დიდი ცვალებადობა, ასევე ამწვავებს ამ პრობლემას.
ყველა კვლევაში, გარდა ერთისა21, გამოყენებული იყო 30 μM NaHS ხსნარი სასმელ წყალში. გამოყენებული დოზის (ანუ 30 μM) ასახსნელად, ზოგიერთმა ავტორმა აღნიშნა, რომ NaHS წყლიან ფაზაში წარმოქმნის H2S აირის ზუსტად იგივე კონცენტრაციას და რომ H2S-ის ფიზიოლოგიური დიაპაზონი 10-დან 100 μM-მდეა, ამიტომ ეს დოზა ფიზიოლოგიურ დიაპაზონშია15,16. სხვებმა განმარტეს, რომ 30 μM NaHS-ს შეუძლია შეინარჩუნოს პლაზმაში H2S დონის ფიზიოლოგიურ დიაპაზონში, ანუ 5–300 μM19,20. ჩვენ განვიხილავთ NaHS-ის კონცენტრაციას წყალში 30 μM (pH = 7.0, T = 20 °C), რომელიც გამოყენებული იქნა ზოგიერთ კვლევაში H2S-ის ეფექტების შესასწავლად. შეგვიძლია გამოვთვალოთ, რომ გახსნილი H2S აირის კონცენტრაცია არის 14.7 μM, რაც საწყისი NaHS კონცენტრაციის დაახლოებით 50%-ია. ეს მნიშვნელობა მსგავსია სხვა ავტორების მიერ იმავე პირობებში გამოთვლილი მნიშვნელობისა13,48.
ჩვენს კვლევაში, NaHS-ის მიღებამ სხეულის წონა არ შეცვალა; ეს შედეგი შეესაბამება მამრ თაგვებზე22,23 და მამრ ვირთხებზე18 ჩატარებული სხვა კვლევების შედეგებს; თუმცა, ორ კვლევაში აღნიშნულია, რომ NaSH-მა აღადგინა სხეულის წონის შემცირება ნეფრექტომიით გამოკვლეულ ვირთხებში24,26, მაშინ როდესაც სხვა კვლევებში არ აღნიშნულია NaSH-ის მიღების გავლენა სხეულის წონაზე15,16,17,19,20,21,25. გარდა ამისა, ჩვენს კვლევაში, NaSH-ის მიღებამ გავლენა არ მოახდინა შრატის შარდოვანას და კრეატინ-ქრომის დონეზე, რაც შეესაბამება სხვა ანგარიშის შედეგებს25.
კვლევამ აჩვენა, რომ სასმელ წყალში NaHS-ის 2 კვირის განმავლობაში დამატებამ გავლენა არ მოახდინა შრატის სულფიდის საერთო კონცენტრაციაზე მამრ და მდედრ ვირთხებში. ეს დასკვნა შეესაბამება სენის და სხვების (16) შედეგებს: სასმელ წყალში 30 μM NaHS-ით 8 კვირის განმავლობაში მკურნალობამ გავლენა არ მოახდინა პლაზმაში სულფიდის დონეზე საკონტროლო ვირთხებში; თუმცა, მათ განაცხადეს, რომ ამ ჩარევამ აღადგინა ნეფრექტომირებული თაგვების პლაზმაში H2S-ის შემცირებული დონე. ლი და სხვები (22) ასევე იტყობინებიან, რომ სასმელ წყალში 30 μM NaHS-ით 5 თვის განმავლობაში მკურნალობამ ხანდაზმულ თაგვებში პლაზმაში თავისუფალი სულფიდის დონე დაახლოებით 26%-ით გაზარდა. სხვა კვლევებში არ დაფიქსირებულა ცირკულირებადი სულფიდის ცვლილებები სასმელ წყალში NaHS-ის დამატების შემდეგ.
შვიდ კვლევაში აღწერილია Sigma NaHS-ის გამოყენება15,16,19,20,21,22,23, თუმცა არ არის მოწოდებული დამატებითი დეტალები ჰიდრატაციის წყლის შესახებ, ხოლო ხუთ კვლევაში არ არის ნახსენები მათი მომზადების მეთოდებში გამოყენებული NaHS-ის წყარო17,18,24,25,26. NaHS არის ჰიდრატირებული მოლეკულა და მისი ჰიდრატაციის წყლის შემცველობა შეიძლება განსხვავდებოდეს, რაც გავლენას ახდენს მოცემული მოლარობის ხსნარის მოსამზადებლად საჭირო NaHS-ის რაოდენობაზე. მაგალითად, ჩვენს კვლევაში NaHS-ის შემცველობა იყო NaHS•1.3 H2O. ამრიგად, ამ კვლევებში NaHS-ის ფაქტობრივი კონცენტრაციები შეიძლება უფრო დაბალი იყოს, ვიდრე მოხსენებულია.
„როგორ შეიძლება ასეთ ხანმოკლე მოქმედების ნაერთს ჰქონდეს ასეთი ხანგრძლივი ეფექტი?“ პოზგაიმ და სხვებმა21 ეს კითხვა დასვეს თაგვებში NaHS-ის კოლიტზე ზემოქმედების შეფასებისას. ისინი იმედოვნებენ, რომ მომავალი კვლევები შეძლებენ ამ კითხვაზე პასუხის გაცემას და ვარაუდობენ, რომ NaHS ხსნარები შეიძლება შეიცავდეს უფრო სტაბილურ პოლისულფიდებს H2S-ისა და დისულფიდების გარდა, რომლებიც NaHS21-ის ეფექტს შუამავლობენ. კიდევ ერთი შესაძლებლობაა, რომ ხსნარში დარჩენილ NaHS-ის ძალიან დაბალ კონცენტრაციებსაც შეიძლება ჰქონდეს სასარგებლო ეფექტი. სინამდვილეში, ოლსონმა და სხვებმა წარმოადგინეს მტკიცებულება, რომ სისხლში H2S-ის მიკრომოლური დონეები არ არის ფიზიოლოგიური და უნდა იყოს ნანომოლურ დიაპაზონში ან საერთოდ არ უნდა იყოს13. H2S-მა შეიძლება იმოქმედოს ცილის სულფაციის გზით, შექცევადი პოსტტრანსლაციური მოდიფიკაციით, რომელიც გავლენას ახდენს მრავალი ცილის ფუნქციაზე, სტაბილურობასა და ლოკალიზაციაზე52,53,54. სინამდვილეში, ფიზიოლოგიურ პირობებში, ღვიძლის მრავალი ცილის დაახლოებით 10%-დან 25%-მდე სულფილირებულია53. ორივე კვლევა აღიარებს NaHS19-ის სწრაფ განადგურებას,23 თუმცა, გასაკვირია, რომ „ჩვენ ვაკონტროლებდით NaHS-ის კონცენტრაციას სასმელ წყალში მისი ყოველდღიური შეცვლით“.23 ერთ-ერთ კვლევაში შემთხვევით აღნიშნულია, რომ „NaHS არის H2S-ის სტანდარტული დონორი და ხშირად გამოიყენება კლინიკურ პრაქტიკაში თავად H2S-ის ჩასანაცვლებლად“.18
ზემოთ მოყვანილი განხილვა აჩვენებს, რომ NaHS იკარგება ხსნარიდან აორთქლების, დაჟანგვის და ფოტოლიზის გზით და, შესაბამისად, მოცემულია რამდენიმე წინადადება ხსნარიდან H2S-ის დაკარგვის შესამცირებლად. პირველ რიგში, H2S-ის აორთქლება დამოკიდებულია აირადი-სითხე ინტერფეისზე13 და ხსნარის pH-ზე11; ამიტომ, აორთქლებითი დანაკარგის მინიმიზაციისთვის, წყლის ბოთლის ყელი შეიძლება გაკეთდეს რაც შეიძლება პატარა, როგორც ადრე იყო აღწერილი15,19, და წყლის pH შეიძლება დარეგულირდეს მისაღებ ზედა ზღვარამდე (ანუ 6.5–8.551) აორთქლებითი დანაკარგის მინიმიზაციისთვის11. მეორეც, H2S-ის სპონტანური დაჟანგვა ხდება ჟანგბადის ზემოქმედებისა და სასმელ წყალში გარდამავალი ლითონის იონების არსებობის გამო13, ამიტომ სასმელი წყლის დეოქსიგენაცია არგონით ან აზოტით44,45 და ლითონის ხელატორების37,47 გამოყენებამ შეიძლება შეამციროს სულფიდების დაჟანგვა. მესამე, H2S-ის ფოტოდაშლის თავიდან ასაცილებლად, წყლის ბოთლები შეიძლება შეფუთული იყოს ალუმინის ფოლგით; ეს პრაქტიკა ასევე ვრცელდება სინათლის მიმართ მგრძნობიარე მასალებზე, როგორიცაა სტრეპტოზოტოცინი55. და ბოლოს, არაორგანული სულფიდური მარილების (NaHS, Na2S და CaS) შეყვანა შესაძლებელია ზონდის მეშვეობით და არა სასმელ წყალში გახსნით, როგორც ეს ადრე იყო აღწერილი56,57,58; კვლევებმა აჩვენა, რომ ვირთხებისთვის ზონდის მეშვეობით შეყვანილი რადიოაქტიური ნატრიუმის სულფიდი კარგად შეიწოვება და ნაწილდება პრაქტიკულად ყველა ქსოვილში59. დღემდე, კვლევების უმეტესობაში არაორგანული სულფიდური მარილები ინტრაპერიტონეალურად შეჰყავთ; თუმცა, ეს გზა იშვიათად გამოიყენება კლინიკურ გარემოში60. მეორეს მხრივ, პერორალური გზა ადამიანებში მიღების ყველაზე გავრცელებული და სასურველი გზაა61. ამიტომ, ჩვენ გირჩევთ, მღრღნელებში H2S დონორების ეფექტები შეფასდეს პერორალური ზონდის მეშვეობით.
შეზღუდვა ის არის, რომ წყალხსნარსა და შრატში სულფიდის შემცველობა MB მეთოდის გამოყენებით გავზომეთ. სულფიდის გაზომვის მეთოდები მოიცავს იოდის ტიტრაციას, სპექტროფოტომეტრიას, ელექტროქიმიურ მეთოდს (პოტენციომეტრია, ამპერომეტრია, კულომეტრიული მეთოდი და ამპერომეტრიული მეთოდი) და ქრომატოგრაფიას (გაზის ქრომატოგრაფია და მაღალი ხარისხის თხევადი ქრომატოგრაფია), რომელთა შორის ყველაზე ხშირად გამოყენებული მეთოდია MB სპექტროფოტომეტრიული მეთოდი62. ბიოლოგიურ ნიმუშებში H2S-ის გაზომვის MB მეთოდის შეზღუდვა ის არის, რომ ის ზომავს ყველა გოგირდშემცველ ნაერთს და არა თავისუფალ H2S63-ს, რადგან ის ხორციელდება მჟავე პირობებში, რაც იწვევს გოგირდის ბიოლოგიური წყაროდან ამოღებას64. თუმცა, ამერიკის საზოგადოებრივი ჯანმრთელობის ასოციაციის თანახმად, MB არის წყალში სულფიდის გაზომვის სტანდარტული მეთოდი65. ამიტომ, ეს შეზღუდვა გავლენას არ ახდენს ჩვენს მთავარ შედეგებზე NaHS შემცველი ხსნარების არასტაბილურობის შესახებ. გარდა ამისა, ჩვენს კვლევაში, NaHS შემცველი წყლისა და შრატის ნიმუშებში სულფიდის გაზომვების აღდგენა შესაბამისად 91% და 93% იყო. ეს მნიშვნელობები შეესაბამება ადრე გამოქვეყნებულ დიაპაზონებს (77–92)66, რაც მიუთითებს მისაღებ ანალიტიკურ სიზუსტეზე42. აღსანიშნავია, რომ ჩვენ გამოვიყენეთ როგორც მამრი, ასევე მდედრი ვირთხები ჯანმრთელობის ეროვნული ინსტიტუტების (NIH) რეკომენდაციების შესაბამისად, რათა თავიდან აეცილებინათ პრეკლინიკურ კვლევებში მხოლოდ მამრ ცხოველებზე ჩატარებულ კვლევებზე ზედმეტად დაყრდნობა67 და შეძლებისდაგვარად ჩაგვერთო როგორც მამრი, ასევე მდედრი ვირთხები68. ამ საკითხს სხვებიც ხაზს უსვამენ69,70,71.
დასკვნის სახით, ამ კვლევის შედეგები მიუთითებს, რომ სასმელი წყლისგან მომზადებული NaHS ხსნარების გამოყენება მათი არასტაბილურობის გამო არ შეიძლება H2S-ის გენერირებისთვის. მიღების ეს გზა ცხოველებს NaHS-ის არასტაბილური და მოსალოდნელზე დაბალი დონის ზემოქმედების ქვეშ მოაქცევს; შესაბამისად, დასკვნები შესაძლოა ადამიანებზე არ იყოს გამოყენებული.
მიმდინარე კვლევის დროს გამოყენებული და/ან გაანალიზებული მონაცემთა ნაკრებები ხელმისაწვდომია შესაბამისი ავტორისგან გონივრული მოთხოვნის შემთხვევაში.
საბო, კ. წყალბადის სულფიდის (H2S) კვლევის ქრონოლოგია: გარემოს ტოქსინიდან ბიოლოგიურ მედიატორამდე. ბიოქიმია და ფარმაკოლოგია 149, 5–19. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2017.09.010 (2018).
აბე, კ. და კიმურა, ჰ. წყალბადის სულფიდის, როგორც ენდოგენური ნეირომოდულატორის შესაძლო როლი. ნეირომეცნიერების ჟურნალი, 16, 1066–1071. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.16-03-01066.1996 (1996).
ჩირინო, გ., საბო, ს. და პაპაპეტროპულოსი, ა. წყალბადის სულფიდის ფიზიოლოგიური როლი ძუძუმწოვრების უჯრედებში, ქსოვილებსა და ორგანოებში. ფიზიოლოგიისა და მოლეკულური ბიოლოგიის მიმოხილვები 103, 31–276. https://doi.org/10.1152/physrev.00028.2021 (2023).
დილონი, კ.მ., კარაზონე, რ.ჯ., მატსონი, ჯ.ბ. და კაშფი, კ. აზოტის ოქსიდისა და წყალბადის სულფიდის უჯრედული მიწოდების სისტემების განვითარებადი პერსპექტივები: პერსონალიზებული მედიცინის ახალი ერა. ბიოქიმია და ფარმაკოლოგია 176, 113931. https://doi.org/10.1016/j.bcp.2020.113931 (2020).
სან, X. და სხვ. ნელა გამოთავისუფლებადი გოგირდწყალბადის დონორის ხანგრძლივი მიღება ხელს უშლის მიოკარდიუმის იშემიას/რეპერფუზიის დაზიანებას. სამეცნიერო ანგარიშები 7, 3541. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03941-0 (2017).
სიტიკოვა, გ.ფ., ფუქსი, რ., კაინცი, ვ., ვაიგერი, ტ.მ. და ჰერმანი, ა. BK არხის ფოსფორილირება არეგულირებს წყალბადის სულფიდის (H2S) მიმართ მგრძნობელობას. Frontiers in Physiology 5, 431. https://doi.org/10.3389/fphys.2014.00431 (2014).
სიტიკოვა, გ.ფ., ვაიგერი, TM და ჰერმანი, ა. წყალბადის სულფიდი აძლიერებს კალციუმ-აქტივირებული კალიუმის (BK) არხის აქტივობას ვირთხის ჰიპოფიზის სიმსივნურ უჯრედებში. Archit. Pfluegers. 459, 389–397. https://doi.org/10.1007/s00424-009-0737-0 (2010).
ჯედი, ს. და სხვ. წყალბადის სულფიდი აძლიერებს ნიტრიტის დამცავ ეფექტს მიოკარდიუმის იშემია-რეპერფუზიის დაზიანებისგან მე-2 ტიპის დიაბეტით დაავადებულ ვირთხებში. აზოტის ოქსიდი 124, 15–23. https://doi.org/10.1016/j.niox.2022.04.004 (2022).
კორვინო, ა. და სხვ. H2S დონორის ქიმიის ტენდენციები და მისი გავლენა გულ-სისხლძარღვთა დაავადებებზე. ანტიოქსიდანტები 10, 429. https://doi.org/10.3390/antiox10030429 (2021).
დელეონი, ე.რ., სტოი, გ.ფ. და ოლსონი, კ.რ. (2012). წყალბადის სულფიდის პასიური დანაკარგები ბიოლოგიურ ექსპერიმენტებში. ანალიტიკური ბიოქიმია 421, 203–207. https://doi.org/10.1016/j.ab.2011.10.016 (2012).
ნაგი, პ. და სხვ. ფიზიოლოგიურ ნიმუშებში წყალბადის სულფიდის გაზომვების ქიმიური ასპექტები. Biochemica et Biophysical Acta 1840, 876–891. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2013.05.037 (2014).
კლაინი, LL.D. წყალბადის სულფიდის სპექტროფოტომეტრიული განსაზღვრა ბუნებრივ წყლებში. Limnol. Oceanogr. 14, 454–458. https://doi.org/10.4319/lo.1969.14.3.0454 (1969).
ოლსონი, კ.რ. (2012). პრაქტიკული ტრენინგი წყალბადის სულფიდის ქიმიასა და ბიოლოგიაში. „ანტიოქსიდანტები“. რედოქს სიგნალიზაცია. 17, 32–44. https://doi.org/10.1089/ars.2011.4401 (2012).